Práctica 10 (primer trimestre)

Fenotipo y genotipo

Objetivo:

• Saber el genotipo más probable del sistema RH enfrentando los hematíes problema a distintos sueros que contienen anticuerpos dirigidos contra los antígenos que componen el sistema RH.

Material:

• Pipetas automáticas
• Puntas de pipeta
• Tubos de ensayo
• Tapones
• Parafilm
• Gradilla
• Vaso para desechos

Reactivos:

• SF
• Anti-A (A)
• Anti-B (B)
• Anti-AB (AB)
• Anti-D (D)
• Autocontrol Rh (CD)

Muestra:

• Suspensión de hematíes problema lavados al 5% en SF

Procedimiento:

• Realizar un lavado de hematíes de la muestra y una dilución al 5% como anteriormente ya hemos realizado en prácticas anteriores.
• Preparamos dos filas de 6 tubos de ensayo en las gradillas, y rotulamos con D, E, C, e, c y CD. En la primera fila ponemos la sangre A, y en la segunda B.
• Echamos 4 gotas del antisuero correspondiente a todos los tubos, y 4 gotas de la sangre que diluimos.
• Llevamos a la centrífuga un minuto a 1000 rpm.
• Resuspendemos dando pequeños golpes encima de la mesa.
• Observamos resultado.

Resultados:

• En la segunda fila (sangre B), tenemos aglutinación en D y C.

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 9 (primer trimestre)

Determinación sérica del grupo ABO

Objetivo:

- Determinar el grupo sérico del sistema ABO

Muestra: 

• Sangre anticoagulada

Reactivos: 

• SF
• Tarjeta ID-Card
• ID-Diluent 
• Hematíes Diacell A1 y B

Aparatos:

- Centrífuga para tarjetas (ID-Centrífuga)

- Baño térmico

Materiales:

• Pipetas automáticas
• Puntas de pipeta
• Tubos de ensayo
• Tapones
• Parafilm
• Gradilla
• Vaso para desechos

Procedimiento:

1. En un tubo ponemos 500 ul de suero y añadimos 50 ul de sangre. Aquí tenemos la dilución de hematíes al 5%.
2. Identificamos la tarjeta con nuestro nombre
3. Abrimos la tarjeta solamente donde vayamos a pipetear en el momento.
4. Pipeteamos 50 ul del bote DiaCell A1 en el microtubo 5.
5. Pipeteamos 50 ul del bote DiaCell B en el microtubo 6.
6. Echamos plasma en los microtubos 5 y 6 (50ul).
7. Incubamos durante 10 minutos.
8. Agregamos 10 ul de los hematíes preparados anteriormente en los microtubos 1, 2, 3 y 4
9. Centrifugamos durante 10 minutos en la ID-Centrífuga
10. Leemos y anotamos resultados.

Resultados:

• A: no aglutinación
• B: Si aglutinación
• AB: no aglutinación
• D: no aglutinación
• CD: si aglutinación

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 8 (primer trimestre)

Determinación de grupo sanguíneo en tubo

Objetivo:

• Al igual que en el portaobjetos, veremos donde aglutina la sangre, para poder determinar el grupo sanguíneo. Esta vez se hará en tubos.

Material: 

• Gradilla
• Parafilm
• Pipeta pasteur
• Tubos de ensayo
• Suero fisiológico
• Vaso para desechos
• Rotulador

Reactivos: 

• SF
• Anti-A (A)
• Anti-B (B)
• Anti-AB (AB)
• Anti-D (D)
• Autocontrol Rh (CD)

Equipos:

- Centrífuga

- Lupa con luz

Muestra: sangre anticoagulada

Procedimiento:

1. Diluimos 0,5 ml de sangre total y llenamos el tubo de SSF. Tapamos el tubo. (lavado)
2. Se centrifuga durante 5 minutos a 2500 rpm.
3. Quitamos el sobrenadante con la pipeta pasteur y volvemos a repetir el proceso dos veces más.
4. Cogemos el sedimento del tubo anterior, 0,1 ml y lo ponemos en otro tubo.
5. Añadimos 1,9 ml de SSF. Aquí obtenemos la dilución de hematíes al 5%.
6. Rotulamos 5 tubos con A, B, AB, D y CD. 
7. En cada tubo echamos 4 gotas de hematíes al 5%.
8. Añadimos también a esos cinco tubos 4 gotas de cada uno de sus reactivos correspondientes.
9. Agitamos los tubos contra la mesa, suavemente.
10. Observamos a la lupa el resultado.

Resultados:

• A: no aglutinación
• B: No aglutinación
• AB: no aglutinación
• D: si aglutinación
• CD: si aglutinación

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 7 (primer trimestre)

Determinación de grupos sanguíneos ABO y RH en portaobjetos

Objetivo:

- El objetivo de esta práctica es determinar a que grupo sanguíneo pertenecemos, ya sea el ABO o el RH, lo veremos a través de la aglutinación que se produzca, según en que pocillo del portaobjetos.

Material:

• Lancetas
• Alcohol
• Algodón
• Pipetas pasteur
• Vaso para desechos
• Tarjeta 
• Capilares heparinizados
• Rotulador
• Puntas de pipetas para mezclar

Reactivos:

• Anti-A (A)
• Anti-B (B)
• Anti-AB (AB)
• Anti-D (D)
• Autocontrol Rh (CD)

Muestra:

- Nuestra sangre capilar

Tener en cuenta:  que debemos tener los reactivos a temperatura ambiente, y en cada mezcla debemos cambiar el palillo/punta.

Procedimiento:

1. Primero desinfectamos la zona a pinchar con la lanceta, seguidamente pinchamos, y vamos depositando una gota en cada recuadrito de la tarjeta que son cinco.
2. Echamos los reactivos correspondientes en cada uno, solo una gota. Mezclamos bien.
3. Dejamos reposar y observamos la aglutinación.

Resultados: 

-Aglutinación de en Anti-D, por lo tanto sale 0 +.

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 6 (primer trimestre)

Tinción de Wright

Fundamento:

Los colorantes tipo Romanowsky están formados por Azul de Metileno y sus derivados oxidados, colorantes básicos, y el colorante ácido Eosina. Los colorantes básicos se unen a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en neutrófilos y proteínas ácidas que se tiñen de un color rojo púrpura mas o menos intenso, mientras que la eosina se une a la hemoglobina, componentes básicos de las estructuras celulares y los gránulos de los eosinófilos.

Para que se utiliza:

- Para la tinción de células sanguíneas y de médula ósea.

Materiales:

• Frotis sanguíneo
• Pinzas
• Papel
• Microscopio
• Aceite de inmersión
• Frasco lavador con agua destilada
• Cubeta para realizar tinción 
• Barras paralelas

Muestras:

- Frotis sanguíneo nuestro ya hecho anteriormente

Procedimiento:

1. Colocar portas encima de las barras paralelas, añadimos 1 ml de colorante wright sin diluir y lo dejamos 5 minutos.
2. Echamos 1 ml de suero encima del porta para diluir lo anterior, y dejamos 5 minutos más.
3. Volcamos lo que queda de colorante y lavamos con agua destilada.
4. Dejamos secar al aire libre y observamos al microscopio.

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 5 (primer trimestre)

Tinción May-Grünwald giemsa 

(MG-G)

Principio del método:

Los colorantes están formados por Azul de Metileno y sus derivados oxidados, colorantes básicos, y el colorante ácido Eosina. Los colorantes básicos se unen a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en basófilos y proteínas ácidas que se tiñen de un color rojo púrpura más o menos intenso. La Eosina se une a la hemoglobina, a los componentes básicos de las estructuras celulares y a los gránulos de los eosinófilos

Para que se utiliza:

Para la tinción de células sanguíneas y de médula ósea. A veces se utiliza para la tinción de parásitos en sangre

Materiales:

• Frotis sanguíneo
• Pinzas
• Papel
• Microscopio
• Aceite de inmersión
• Frasco lavador con agua destilada
• Cubeta para realizar tinción 
• Barras paralelas

Reactivos: 

• Colorante May-Grünwald (eosina y azul de metileno en metanol)
• Colorante giemsa (eosina derivados del azul de metileno, como el azur I y el azur II)

Procedimiento:

1. La extensión ya hecha anteriormente con nuestra sangre, se cubre con unos 2 ml del colorante May-Grünwald y se deja durante 3 minutos.
2. Después, se vierte el colorante, inclinando el portaobjetos y, sin lavar, se cubre con Giemsa durante 15 minutos.
3. Lavamos con agua destilada y dejamos secar al aire.

Observamos al microscopio:

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 4 (primer trimestre)

Panoptico rápido

Fundamento:

- Los colorantes panoptico rápido constituyen un sistema de tinción diferencial de los elementos formes de la sangre, que combina la policromía y calidad de los métodos clásicos (May Grünwald, giemsa) pero con una gran rapidez de ejecución.

Reactivos:

• Panoptico rápido 1
• Panoptico rápido 2
• Panoptico rápido 3

Muestra:

- Frotis anteriormente hecho con nuestra sangre

Material:

• Frotis sanguíneo
• Pinzas
• Papel
• Microscopio
• Aceite de inmersión
• Frasco lavador con agua destilada

Procedimiento:

- Preparamos las cubetas con los panopticos que vienen ya listos.
- Introducimos nuestro porta en la cubeta nº 1 por cinco veces.
- Hacemos lo mismo en la cubeta nº 2 y nº 3.

- Lavamos con agua destilada y dejamos secar al aire libre.
- Observamos con microscopio.

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 3 (primer trimestre)

Frotis sanguíneo

Fundamento:

Una extensión ó frotis sanguíneo consiste en recubrir parcialmente un portaobjetos con una gota de sangre de tal manera que las células de ésta se dispongan formando una sola capa de ellas.

Es una técnica muy utilizada en hematológica que nos permite obtener una información muy valiosa, tanto de la fórmula leucocitaria como del estudio de la morfología de las células.

El anticoagulante de elección es el EDTA. La heparina no debe usarse para la tinción de células sanguíneas porque favorece la agregación de las plaquetas. Además favorece la aparición de un refuerzo de tonalidad azul de las tinciones cuando se emplea la coloración panóptica

Materiales:

• Capilares
• lancetas
• Plastilina
• Alcohol
• Algodón
• Portaobjetos limpios

Procedimiento:

- Se preparan los portas de cristal limpio.

- Pinchamos con la lanceta el dedo, y llenamos un capilar con la sangre

- Dando unos golpecitos en el porta depositamos una pequeña gota de sangre en uno de sus extremos. 

- Con el segundo porta se hace contacto con la gota manteniendo una inclinación de unos 45º y llevándolo hacia atrás, la sangre alcanza por capilaridad todo el ancho del portaobjetos.

- Después de que haya hecho contacto arrastro con una sola pasada el porta y a una velocidad no muy rápida ni lenta por todo el portaobjetos donde estaba la sangre.

-Dejamos secar y guardamos en una cajita.

El grosor de la extensión es muy importante, ya que no puede haber ni exceso ni falta, también un factor importante es la velocidad.

Realizamos un total de tres portaobjetos con nuestra sangre.

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

Práctica 2 (primer trimestre)

Determinación cuantitativa de hemoglobina (Drabkin)

Principio:

- La hemoglobina es oxidada por la acción del ferricianuro a metahemoglobina y mediante el ciunuro se convierte en cianmetahemoglobina.
La intensidad del color formado es proporcional a la concentración de hemoglobina presente en la muestra ensayada.

Para que se utiliza:

- Cuando el nivel de hemoglobina aparece por debajo de los niveles normales indica anemia que puede ser causado por anemia primaria, cáncer, embarazo, enfermedades renales o hemorragias.

En cambio si el nivel es alto puede deberse a cardiopatías, deshidratación o estancia en lugares de gran altitud. 
El diagnóstico de este nivel debe realizarse teniendo en cuenta todos los datos clínicos y de laboratorio.

Reactivos:

• Hemoglobin (reactivo drabkin) contiene residuos tóxicos y químicos.
• Hemoglobin calibrador

Muestra: Sangre venosa en bote con EDTA (morado)

Material:

• Cubetas
• Pipetas automáticas 
• Puntas de pipeta
• Gradillas
• Tubos de ensayo
• Tapones
• Agua destilada
• Vaso para desechos

Aparatos:

• Espectrofotómetro

Procedimiento:

- Preparamos tres tubos, uno para el blanco, otro para el patrón y otro más para la muestra.

• Tubo para blanco:

- 2,5 ml de RT (4,9 agua destilada + 2 gotas de reactivo)

• Tubo para patrón:

- 2,5 ml de RT + 10 ul de calibrador

• Tubo para muestra:

- 2,5 ml de RT + 10 ul de muestra

- Mezclamos todo y llevamos al baño durante 3 minutos.
- Leemos la absorbancia. El espectrofotómetro debemos encenderlo un poco antes, para que se vaya calentando.
- Primero calibramos con el blanco, vertemos un poco de producto del tubo 1, en una cubeta, metemos en el espectrofotómetro.
Seguidamente medimos la absorbancia del patrón y muestra.

Resultados: 

- El patrón nos da 1,032 de absorbancia y la muestra 0,441.
- Hacemos el cálculo (muestra/patrón x 15) 0,441/1,032 x 15= 6,40 g/dl de hemoglobina en la muestra.

 

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB

PRÁCTICA 1 (primer trimestre)

Hematocrito

Materiales:

• Capilar desechable de 7cm de longitud y 1mm de diámetro interno con heparina
• Lanceta
• Alcohol
• Plastilina
• Gasas
• Lector de microhematocrito/ regla

Aparatos:

• Centrífuga de microhematocrito

Fundamento:

El hematocrito es el volumen que ocupan los hematíes respecto al total de la sangre. Se expresa en porcentaje.

Al centrifugar sangre total, se depositan en el fondo los hematíes, y sobre estos se depositan los leucocitos y las plaquetas y por último en la parte superior del tubo se encuentra el plasma.

Procedimiento:


- Preparamos todo el material.
- Utilizamos solo dos capilares, por lo tanto, de nuestro grupo solo se pinchan y se utiliza la sangre dos compañeros.
- Con la ayuda de una lanceta pinchamos el dedo, antes de esto habremos masajeado un poco el dedo a pinchar. Ponemos el capilar encima de la gota de sangre que va saliendo, para ir recogiéndola. (no debemos mover el capilar, de lo contrario se crearan espacios de aire)
- Metemos los dos capilares en la microcentrífuga de hematocrito. Deben estar dispuestos con la plastilina hacia fuera. Durante 5 minutos.
-Debemos además tener en cuenta que deben estar los espacios parejos.
- Sacamos los capilares ya listos y medimos con el lector o una regla.

Resultados:

CAPILAR 1

- L1: 4,7

- L2: 1,9

CAPILAR 2

- L1: 5,2

- L2: 2,3

Cálculo:

Capilar 1 (L2/L1 x 100) (1,9/4,7 x 100) = 40,43

Capilar 2 (2,3/5,2 x 100) = 44,23

Madeleine Guerra Delgado 2ºLCB